Limitaciones geoquímicas sobre la infectividad de bacteriófagos en ambientes terrestres

Comunicaciones ISME volumen 3, Número de artículo: 78 (2023) Citar este artículo

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Los fagos líticos pueden ser inhibidores potentes y selectivos del crecimiento microbiano y pueden tener profundos impactos en la composición y función del microbioma. Sin embargo, existe incertidumbre sobre las condiciones biogeoquímicas bajo las cuales la depredación de los fagos modula la función del ecosistema microbiano, particularmente en los sistemas terrestres. La fuerza iónica es crítica para la infección de bacterias por muchos fagos, pero los datos cuantitativos son limitados sobre los umbrales iónicos para la infección por fagos que pueden compararse con las concentraciones ambientales de iones. De manera similar, si bien la composición del carbono varía en el medio ambiente, no sabemos cómo esta variabilidad influye en el impacto de la depredación de los fagos en la función del microbioma. Aquí, medimos las concentraciones efectivas medio máximas (CE50) de 80 iones inorgánicos diferentes para la infección de E. coli con dos fagos canónicos de ADNds y ARNss, T4 y MS2, respectivamente. Muchos metales alcalinotérreos y metales alcalinos permitieron la infección lítica, pero los umbrales de fuerza iónica variaron para diferentes iones entre fagos. Además, al utilizar un microbioma reductor de nitrato de agua dulce, descubrimos que la capacidad de los fagos líticos para influir en los productos finales de reducción de nitrato dependía de la fuente de carbono y de la fuerza iónica. Para todos los pares de fagos:huésped, las CE50 de iones para la infección por fagos excedieron las concentraciones de iones encontradas en muchos sistemas terrestres de agua dulce. Por lo tanto, nuestros hallazgos respaldan un modelo en el que los fagos influyen más en la ecología funcional microbiana terrestre en puntos y momentos calientes, como intestinos de metazoos, suelos influenciados por la sequía o biopelículas donde la concentración de iones es local o transitoriamente elevada y los nutrientes están disponibles para apoyar el crecimiento de especies específicas. hospedadores de fagos.

Los bacteriófagos son omnipresentes en las comunidades microbianas naturales y pueden desempeñar funciones importantes en la modulación del ciclo de elementos microbianos [1,2,3,4,5,6,7]. Sin embargo, carecemos de modelos mecanicistas robustos que permitan predecir la dinámica fago-huésped y las interacciones ecológicas, particularmente en ambientes complejos como suelos y sedimentos. Si bien algunos estudios han intentado demostrar el impacto de los fagos en el ciclo de los elementos del suelo, los resultados son variables y aparentemente dependen del contexto [1,2,3,4,5]. Como tal, la magnitud del impacto de la depredación de los fagos en el ciclo de elementos a través de los ecosistemas terrestres y la biogeoquímica mecanicista de este proceso siguen siendo difíciles de alcanzar.

En ambientes marinos, la lisis de fagos es responsable de ~40-50% de toda la mortalidad bacteriana, aproximadamente equivalente a la contribución de la depredación de protozoos [6]. El carbono liberado por las células bacterianas muertas tras la depredación de los fagos provoca una "derivación viral" en el ciclo del carbono marino [7]. En los sistemas terrestres, sin embargo, la contribución de los fagos a la dinámica del ciclo de los elementos está mucho menos caracterizada y parece ser más variable, particularmente en ambientes extremadamente heterogéneos como los suelos [1,2,3,4,5].

En ausencia de un modelo mecanicista de la dinámica de los fagos en los ecosistemas terrestres, es difícil interpretar las correlaciones entre las proporciones bacterianas: virales y los parámetros ambientales para identificar relaciones causales [8]. Varios estudios han identificado fuertes relaciones entre la proliferación de bacterias hospedadoras y los fagos depredadores en los sistemas naturales [9, 10]. De ello se deduce que los parámetros ambientales que influyen en la abundancia del huésped son importantes para el éxito de los fagos depredadores. Por ejemplo, la abundancia de fagos puede verse influenciada por la presencia de nutrientes microbianos esenciales y fuentes de energía necesarias para el crecimiento del huésped [11, 12] y la proporción de virus a microbios aumenta con la densidad de células microbianas [12]. Por lo tanto, en los suelos, debido a que las partículas de carbono detrítico o los exudados de raíces tienen densidades microbianas más altas, estos deberían ser puntos críticos de depredación por fagos. Además, la calidad del carbono determinará la composición de la población microbiana heterótrofa [13, 14]. De ello se deduce que a medida que cambia la composición del carbono, la abundancia de poblaciones microbianas susceptibles a los fagos también cambiará para alterar el posible impacto de los fagos en los procesos de ciclo de elementos microbianos.

También es probable que los gradientes de iones inorgánicos desempeñen un papel importante en las interacciones fago:huésped en los ecosistemas terrestres. Se sabe desde hace casi un siglo que ciertos metales alcalinos y alcalinotérreos, incluidos el calcio, el sodio y el magnesio, son importantes para la infectividad de los fagos [15, 16]. Esto se debe en parte a que estos cationes interactúan con las fibras de la cola del fago para desagregarlas y permitir la unión del fago a los receptores de la superficie de la célula huésped [17, 18]. Los cationes también son esenciales para neutralizar las membranas y los fagos cargados negativamente para permitir la unión de los fagos [19, 20]. La mayoría de los fagos y bacterias están cargados negativamente en condiciones ambientales circunneutrales [21]. Para los pares modelo fago:huésped, se requirió más de 1 mM de Ca2+ o Mg2+ o más de 10–40 mM de Na+ para una unión eficiente a los fagos [19]. Los cationes también son importantes para la retención de fagos en partículas de suelo y sedimentos a través de mecanismos de neutralización de carga similares [20, 22, 23]. La fluidez de la membrana también está influenciada por la fuerza iónica [24] y esto puede alterar la unión del receptor de fagos, particularmente para los fagos que se unen a los lípidos de la membrana externa. Además, la longitud de persistencia del ADN empaquetado en fagos es muy sensible a los cambios en la fuerza iónica, y un ADN más desordenado con una fuerza iónica más baja probablemente obstaculice la infectividad [25,26,27]. Finalmente, la expresión de algunos receptores de fagos se induce a mayor fuerza iónica. El receptor del fago T4, OmpC, está regulado positivamente con fuerzas iónicas entre 10 y 500 mM [28] y el receptor MS2, el pilus conjugativo tipo 1, está regulado positivamente de manera similar con una fuerza iónica creciente [29]. Por lo tanto, hay muchos indicios de que existen umbrales de iones ambientalmente relevantes por debajo de los cuales la depredación de fagos tendrá un menor impacto en los microbiomas. Anticipamos que la identificación de estos umbrales en sistemas de laboratorio bien controlados proporcionaría limitaciones valiosas para los modelos de ecología microbiana ambiental.

La medición de interacciones de orden superior entre los parámetros geoquímicos y la ecología microbiana requiere enfoques de alto rendimiento para simular y recapitular las condiciones ambientales en entornos de laboratorio controlados [14, 30, 31]. Las bacterias y los fagos pueden persistir en amplios rangos de complejidad y concentración de iones y carbono, y algunos estudios han observado correlaciones entre la dinámica viral:huésped y los parámetros ambientales [8]. Sin embargo, carecemos de una comprensión mecanicista detallada de cómo los complejos gradientes ambientales naturales de carbono e iones inorgánicos influyen en la depredación de los fagos. Además, el uso de medios no estándar en estudios de laboratorio previos de bajo rendimiento y baja resolución [15,16,17,18,19, 32] dificulta las comparaciones sistemáticas.

En este estudio, planteamos la hipótesis de que la naturaleza y la concentración de iones y fuentes de carbono en un ecosistema microbiano son controles importantes en la dinámica fago-huésped y diseñamos experimentos de laboratorio para medir estas influencias en las interacciones modelo fago-huésped. Utilizamos el modelo de interacción entre los fagos T4 y MS2 y los huéspedes de E. coli para cuantificar los umbrales de iones inorgánicos sobre la infectividad de los fagos. También utilizamos un microbioma reductor de nitrato cultivado a partir de sedimentos acuáticos de agua dulce para estudiar las interacciones de orden superior entre la composición de carbono, la concentración de iones inorgánicos y los fagos líticos en el control del ciclo de elementos microbianos. Descubrimos que la composición de la comunidad microbiana y la actividad respiratoria son sensibles a los cambios en la composición y concentración tanto de las fuentes de carbono como de los iones inorgánicos. Específicamente, observamos que los fagos pueden limitar el crecimiento y la actividad metabólica de poblaciones que llevan a cabo una función de ciclo de elementos dominantes (reducción disimilatoria de nitrato a amonio, DNRA), pero que la depredación de los fagos depende de que ambos tengan una fuente de carbono que pueda ser utilizada por los fagos. Población de DNRA y concentraciones de iones inorgánicos superiores a las observadas en la mayoría de los ambientes terrestres de agua dulce. Por lo tanto, proponemos un modelo mecanicista en el que la depredación de fagos en sistemas terrestres ocurre predominantemente en puntos críticos donde hay suficientes nutrientes para favorecer el crecimiento del huésped y los iones inorgánicos se concentran local o transitoriamente.

Para cuantificar la influencia de los iones inorgánicos en las interacciones fago:huésped, primero medimos el crecimiento de dos cepas modelo de E. coli, BW25113 (el huésped del fago T4 de ADNds) y C3000 (el huésped del fago MS2 de ARNss) en presencia de una serie de 80 iones inorgánicos diluidos en serie diferentes utilizando una plataforma de ensayo de alto rendimiento [30, 31]. Luego medimos el crecimiento de estas cepas huésped a través de la matriz de iones inorgánicos en presencia de sus fagos líticos correspondientes con una multiplicidad de infección (MOI) de 1 fago por célula bacteriana (Fig. 1A). Es importante destacar que utilizamos un medio químicamente definido y sin iones para nuestros cultivos de control que contiene ~30 mM de Na+ y concentraciones submilimolares de otros minerales e iones. En este medio empobrecido en iones, el crecimiento de E. coli no fue inhibido por la adición de fagos líticos. Por lo tanto, pudimos observar que muchos iones inorgánicos mostraban potencias inhibidoras similares (CI50) en presencia y ausencia de fagos (Tabla S1). Sin embargo, varios metales alcalinotérreos y metales alcalinos mostraron una concentración inhibidora media máxima más baja en presencia de fagos (Fig. 1B, C). Estas potencias inhibidoras más bajas medidas en presencia de fagos representan la concentración efectiva requerida para la infección por fagos (CE50). También notamos un aumento sutil, pero reproducible, en la CI50 de Al3+ en presencia del fago T4 (Fig. 1B, C). Estos resultados pueden sugerir que los fagos pueden proteger a las bacterias de la toxicidad de los metales en ambientes con altas concentraciones de metales de transición.

A Para medir la influencia de los iones inorgánicos en la depredación de fagos, los huéspedes bacterianos se cultivan en un medio químicamente definido sin iones en presencia y ausencia de fagos y en presencia y ausencia de una serie de iones inorgánicos diluidos en serie en microplacas. Las concentraciones inhibidoras medias máximas se cuantifican en presencia y ausencia de fagos para identificar los umbrales de toxicidad iónica (CI50) y los umbrales iónicos necesarios para la infección por fagos (CE50). B Crecimiento de cultivos de E. coli BW25113 a las 12 h medido por densidad óptica (DO 600) en presencia (símbolos cerrados) o ausencia (símbolos abiertos) del fago T4 y concentraciones variables de Ca2+ y Al3+ en relación con cultivos de control que carecen de fago o iones adicionales. C Comparación de la CI50 del ion seleccionado o la EC50 del ion fago para E. coli BW25113 y el fago T4 (negro), y para E. coli C3000 y el fago MS2 (rojo). Los símbolos cerrados indican una diferencia significativa entre IC50/EC50 en ausencia/presencia de fago. D EC50 expresada como fuerza iónica para iones que permiten la infección por fagos líticos (símbolos abiertos = metales alcalinos, símbolos cerrados = metales alcalinotérreos).

Nuestros ensayos de dosis-respuesta indican que los principales metales alcalinotérreos divalentes (Ca2+ y Mg2+) y metales alcalinos monovalentes (K+ y Na+) que se encuentran en aguas naturales permiten la infección lítica por T4 y MS2 (Fig. 1C, D). De los iones menos comunes en las aguas naturales, Sr2+ y Li+ permitieron una infección eficiente por fagos, mientras que Be2+, ​​Rb+ y Cs+ fueron más tóxicos con potencias inhibidoras similares en presencia y ausencia de fagos. Cs+ y Rb+ probablemente interfieren con el metabolismo de K+ [33, 34], mientras que Be2+ tiene el radio iónico más pequeño y la afinidad electrónica más negativa de los metales alcalinos/alcalinotérreos que probamos. En general, el fago MS2 requirió una fuerza iónica menor que la requerida para la infección por T4 (Fig. 1C, D). De los iones que permiten la infección por fagos líticos, los iones monovalentes requirieron concentraciones más altas incluso al corregir la diferencia en la fuerza iónica conferida por los iones divalentes (Fig. 1D). Por ejemplo, las EC50 de Ca2+ fueron significativamente más bajas que las EC50 de Na+ tanto para MS2 como para T4. Otros han informado requisitos de iones específicos y requisitos de iones no específicos para los fagos [35,36,37,38,39,40,41]. Sin embargo, en comparación con estos estudios anteriores, nuestros resultados y métodos muestran una clara especificidad iónica en una gama más amplia de especies inorgánicas y rangos de concentración. Como tal, nuestros resultados demuestran que los fagos difieren en sus requisitos de fuerza iónica y que tanto para los fagos MS2 como para los T4 la naturaleza del ion inorgánico que contribuye a la fuerza iónica influye en la concentración de ion necesaria para la infección lítica. Sólo un pequeño subconjunto de iones (Ca2+, Mg2+, K+, Na+, Sr2+, Li+) permiten la infección por fagos líticos en concentraciones inferiores a la toxicidad directa de los iones para las células.

Nuestra hipótesis es que la fuerza iónica también controla las interacciones fago:huésped y el ciclo de elementos microbianos en microbiomas más complejos. Para probar esta hipótesis utilizamos un modelo de cultivo de enriquecimiento microbiano reductor de nitratos a partir de sedimentos acuáticos de agua dulce (cultivo de enriquecimiento FN). Este microbioma cultivado tiene diversas bacterias heterótrofas con capacidades respiratorias distintas y variables, incluidas bacterias desnitrificantes y capaces de reducir el nitrato a amonio (DNRA). Anteriormente, hemos utilizado este microbioma para demostrar que fuentes de carbono específicas pueden influir en los productos finales de la reducción de nitrato microbiano mediante el enriquecimiento selectivo de cepas microbianas con capacidades enzimáticas respiratorias particulares [14]. De nuestro trabajo anterior [14], tenemos aislados de cultivo puro de este enriquecimiento, incluidas una cepa de Escherichia y dos de Citrobacter que, dependiendo del donante primario de electrones/fuente de carbono, pueden dominar la catalización del DNRA. Para evaluar la influencia de los fagos en la estructura y función del microbioma DNRA, aislamos y caracterizamos fagos de ADNbc que pueden aprovecharse de Escherichia o de los dos aislados de Citrobacter (Figura S1).

A continuación, formulamos un cóctel de tres aislados de fagos, cada uno de ellos capaz de infectar líticamente uno de los organismos DNRA dominantes en el enriquecimiento, dos Citrobacter y un Escherichia, y medimos el impacto de este cóctel de fagos en la producción de amonio y la composición de cepas del cultivo de enriquecimiento. (Figura 2, Figura S2). Probamos la adición del cóctel de fagos en el cultivo de enriquecimiento recuperado en diferentes fuentes de carbono/donantes de electrones (Fig. 2A) y descubrimos que el impacto de los fagos fue mayor para algunas fuentes de carbono que para otras (Fig. 2B, C). Para las fuentes de carbono en las que dominan las cepas de Escherichia o Citrobacter, como D-trehalosa, D-glucosa o D,L-lactato, la producción de amonio disminuyó significativamente en presencia del cóctel de fagos líticos (ANOVA, p <0,05) ( Figura 2B, Figura S2). Esto correspondió a una disminución sutil pero significativa en la abundancia relativa de al menos uno de los organismos DNRA dominantes. Por el contrario, los cultivos cultivados en D-celobiosa y L-sorbosa se enriquecieron con una Klebsiella que sólo es capaz de reducir el nitrato a nitrito. Ninguno de los Citrobacter y Escherichia con capacidad de DNRA utilizan D-celobiosa o L-sorbosa y, como tal, la acumulación de amonio ya era baja en ausencia de fagos y la adición de cócteles de fagos tuvo poco efecto sobre la producción de amonio. Finalmente, etanol y formiato enriquecidos para un Sulfurospirillum que es capaz de producir DNRA. En estos cultivos, la acumulación de amonio fue impulsada en gran medida por una cepa que no era el objetivo del cóctel de fagos líticos y, por lo tanto, no se vio afectada por la adición de fagos. Nuestros hallazgos demuestran que la capacidad de los fagos líticos para influir en la estructura y función del microbioma depende de la capacidad de los huéspedes para crecer, que a su vez está controlada por cambios en los nutrientes, como los donantes de electrones y las fuentes de carbono.

El microbioma reductor de nitrato caracterizado genómicamente se recupera en presencia de diversas fuentes de carbono en presencia y ausencia de un cóctel de fagos formulado para apuntar a la función DNRA en el microbioma. Se miden la composición de amonio y comunidad para determinar la influencia de cada fuente de carbono en la modulación de los fagos de la función del ciclo del elemento microbiano. B Producción de amonio, potencial genético de DNRA y abundancia relativa de cepas dominantes en el microbioma FN en fuentes de carbono seleccionadas. La caja y los bigotes representan el rango intercuartil. Los paneles sombreados indican diferencias significativas (ANOVA, p <0,05) entre las condiciones de fagos más (+) y menos (-). En el gráfico de barras apiladas: azul oscuro = Escherichia, verde = Citrobacter, rojo = Klebsiella, naranja = Sulfurospirillum, azul claro = Pseudomonas, negro = fermentadores grampositivos, gris = otras cepas. C Producción de amonio por el microbioma FN cultivado en diferentes fuentes de carbono en presencia y ausencia de un cóctel de fagos. Los colores de los puntos reflejan la cepa dominante enriquecida en cada fuente de carbono y coinciden con el esquema de colores en el Panel A. D Ensayos de dosis-respuesta para evaluar los requisitos de iones inorgánicos para que el cóctel de fagos inhiba el crecimiento (DO 600) o la producción de amonio en el microbioma FN en relación con Cultivos de control con agotamiento de iones.

Para probar si la fuerza iónica influye en la capacidad de nuestro cóctel de fagos líticos para modular la función DNRA del cultivo de enriquecimiento microbiano de agua dulce, cultivamos el enriquecimiento en D-trehalosa en un medio de baja fuerza iónica (~40 mM Na+) con concentraciones variables de Na+. o Ca2+ (Fig. 2D). La D-trehalosa es producida por diversos microorganismos del suelo, incluidas las enterobacterias, como osmoprotector en condiciones de sequía [42]. Por lo tanto, este experimento puede simular los estados fisiológicos que experimentan las enterobacterias en los suelos a medida que varía el contenido de agua y la fuerza iónica. Las concentraciones de amonio en cultivos de D-trehalosa también respondieron extremadamente a la adición del cóctel de fagos líticos. Medimos tanto el crecimiento como la acumulación de amonio en estos cultivos en función de la concentración de Na+ o Ca2+. Descubrimos que ambos iones inhiben la acumulación de amonio en presencia de fagos en concentraciones más bajas que en ausencia de fagos, lo que demuestra su importancia para la infección por fagos líticos en este modelo de microbioma de agua dulce. Además, la CE50 de estos iones frente al cultivo de FN fue similar a las medidas para MS2 o T4 (Fig. 1).

Después de medir los umbrales de EC50 de iones para la infección por fagos líticos de huéspedes bacterianos, nos preguntamos si estas concentraciones se alcanzan en aguas dulces terrestres. Las concentraciones de Na+, Ca2+ y Mg2+ en el agua dulce varían en más de tres órdenes de magnitud, desde aguas de manantial de baja fuerza iónica [43] hasta aguas de drenaje agrícola de alta fuerza iónica [44] (Fig. 3), pero las concentraciones de iones son mucho más altas en el citoplasma bacteriano [ 45], el intestino humano o el agua de mar [46]. Para el Na+, ninguna de las aguas dulces alcanzó las concentraciones de iones necesarias para la infección por fagos líticos que medimos (Fig. 3A), pero las concentraciones de Na+ en el citoplasma bacteriano, el intestino humano o el agua de mar exceden los umbrales para la infección por fagos que medimos. Tanto para Ca2+ como para Mg2+, algunas de las aguas agrícolas de fuerza iónica extremadamente alta de suelos drenados con baldosas alcanzaron las concentraciones de iones requeridas para la infección por MS2, pero no las concentraciones requeridas para T4 o el cóctel de fagos del cultivo de enriquecimiento reductor de nitrato de agua dulce (Fig. 3B , C). En agua de mar, las concentraciones de Ca2+ y Mg2+ excedieron la EC50 del fago MS2 y en el citoplasma bacteriano las concentraciones de Mg2+ excedieron la EC50 del fago MS2.

Comparación de los valores de EC50 de iones para MS2, T4 y cóctel de fagos del microbioma respiratorio (FN) de nitrato de agua dulce con concentraciones de los iones principales en diversas aguas dulces, el citoplasma bacteriano, el intestino humano o el agua de mar A. Na+, B. Ca2+ y C. Mg2+. (Consulte el texto principal para obtener referencias).

En general, nuestros resultados, junto con los de la literatura, nos llevan a proponer que la baja fuerza iónica en muchos ambientes de agua dulce puede limitar la infección exitosa por fagos líticos para los pares de fagos enterobacterianos hospedadores que estudiamos. Por el contrario, en los intestinos de los metazoos, en las biopelículas adyacentes a células recientemente lisadas o en ambientes estuarinos/marinos, la fuerza iónica no es una limitación en estas interacciones fago:huésped. Si bien pueden existir fagos adaptados de baja fuerza iónica, nuestra propuesta está respaldada por la CE50 iónica medida para otros fagos ambientales del suelo y de agua dulce de los géneros Bacillus y Rhodopseudomonas [39,40,41]. Por ejemplo, se demostró que el fago Bacillus requiere cationes superiores a los que se encuentran en muchos sistemas de agua (~1–10 mM Ca2+ o Mg2+, ~50–100 mM Na+) para una infectividad máxima [41, 47]. Además, se ha demostrado que los fagos de la bacteria modelo de agua dulce, Caulobacter, requieren Mg2+ a ~ 1 mM [48, 49]. Una revisión reciente de diversos estudios de fagos concluyó que, en promedio, se requerían 2,38 mM de Ca2+, 5,08 mM de Mg2+ o ~100 mM de Na+ para una infección eficaz [32]. Todas estas mediciones son consistentes con el modelo teórico clásico de que se requiere la neutralización de la carga de la membrana para la unión del fago y que esto tiene lugar >1 mM para cationes divalentes (p. ej., Ca2+ o Mg2+) y >10 mM para cationes monovalentes (p. ej., Na+). ) [19, 20]. Es importante destacar que estas concentraciones son más altas que las que se encuentran en muchas aguas dulces (Fig. 3). De hecho, la concentración media global de Ca2+ en agua dulce es ~0,1 mM y está disminuyendo debido a la acidificación antropogénica [50]. En particular, si bien la mayoría de los medios de lisis de fagos dependen de altas concentraciones de los iones probablemente no fisiológicos Ca2+ o Mg2+, nuestros datos sugieren que el Na+ puede ser en realidad un ion más importante para permitir la infección de fagos en muchas aguas dulces porque las concentraciones de Ca2+ o Mg2+ son a menudo demasiado bajas. para apoyar la infección por fagos líticos. El trabajo futuro debería centrarse en medir los umbrales de iones para más fagos utilizando técnicas más estandarizadas como las que hemos presentado en este estudio para determinar hasta qué punto los iones son un factor de control en su rango ecológico. Además, evaluar la influencia de mezclas más complejas de iones inorgánicos y gradientes de pH en la infección por fagos utilizando enfoques de alto rendimiento como los que hemos desarrollado en este estudio ayudará a caracterizar las interacciones complejas de orden superior entre el contexto geoquímico y la dinámica fago:huésped.

Nuestra sugerencia de que la mayoría de los ambientes de agua dulce son subóptimos para una infección exitosa por fagos (Fig. 3) está aparentemente en desacuerdo con la prevalencia de fagos en algunos suelos terrestres [51] y lagos [8, 52]. Sin embargo, en estos entornos, hay lugares y momentos en los que las concentraciones de iones de forma local o transitoria superarán los umbrales necesarios para que las interacciones fago:huésped sean exitosas. Proponemos que estos "puntos calientes" y "momentos calientes" son sitios críticos de infección por fagos y deben considerarse en nuestros modelos conceptuales de ecología de fagos (Fig. 4, Figura S3).

A Principales concentraciones de iones citoplasmáticos en función de la distancia de difusión desde las células de E. coli lisadas en comparación con las concentraciones de EC50 requeridas para la infección por fagos T4 (líneas discontinuas) B Principales concentraciones de iones en un agua de manantial típica de Sierra Nevada durante la evaporación en función del factor de concentración comparadas con el fago EC50. El factor de concentración es la relación entre el volumen inicial de agua y el volumen restante después de la evaporación. Los colores son consistentes entre EC50 y las líneas de concentración de iones. Los colores y símbolos son los mismos que en el panel A. C Modelo conceptual para la infección por fagos. La fuerza iónica en ambientes de agua dulce es demasiado baja para promover la infección por fagos. Se encuentra una mayor fuerza iónica en los intestinos de los metazoos o en aguas salobres/marinas y se observa transitoriamente en suelos influenciados por la sequía o en una biopelícula adyacente a una célula lisada. Cuando otras cepas (azul) están presentes, como cuando el donante de electrones/fuente de carbono dominante u otras dimensiones de nicho cambian, se producirán menos interacciones productivas entre fago y huésped.

En las biopelículas bacterianas, la difusión de iones desde el citoplasma de las células bacterianas lisadas por fagos mantendrá localmente una fuerza iónica suficiente para la infección de nuevos huéspedes. Podemos modelar la difusión de estos iones desde las células (Fig. 4A). Sabemos que las concentraciones de iones en los citoplasmas bacterianos son ~212 mM Na+, 38 mM K+, 0,5 mM Ca2+, 1 mM Mg2+ y una célula se puede aproximar como una esfera con un radio de una micra. Por tanto, podemos calcular cómo disminuirán estas concentraciones si se difunden uniformemente en volúmenes mayores. Nuestro análisis muestra que más allá de una distancia de aproximadamente 1 micrón desde las células lisadas, la concentración de Na+ caerá por debajo de la CE50 para una infección lítica exitosa por el fago T4 (Fig. 4A). Esto sugiere que la proliferación de fagos en biopelículas se propaga mediante una dinámica de difusión muy local entre células adyacentes. Curiosamente, el fago T4 comienza a agregarse en concentraciones cercanas a la infección lítica EC50 para Na+ [17]. Como los agregados de fagos son más estables a los factores estresantes ambientales, esto puede sugerir que los fagos han evolucionado para sobrevivir fuera de los huéspedes bacterianos con baja fuerza iónica cuando la infección no es favorable.

Durante la sequía, los solutos iónicos en el agua de los poros del suelo se concentran hasta que se exceden las constantes de solubilidad (Ksp) para los compuestos inorgánicos insolubles (Fig. 4B). En muchos sistemas de agua dulce, la formación de silicatos de magnesio y carbonatos de calcio limita la solubilidad de Ca2+ y Mg2+. Las sales de Na+ y K+ son mucho más solubles y, como tales, la concentración de estos iones aumentará linealmente con el factor de concentración (el factor de concentración es la relación entre el volumen inicial de agua y el volumen restante después de la evaporación. Un factor de concentración de 3 significa que Queda 1/3 del agua original). Se han modelado las concentraciones de iones en la evaporación de un agua de manantial típica (agua de manantial de montaña de Sierra Nevada, CA) [53] y cuando superponemos el fago T4 EC50 en los perfiles de concentración de iones observamos que es necesaria una concentración de esta agua entre 100 y 1000 veces. para que el fago infecte.

Por lo tanto, a partir de nuestros resultados y los precedentes de la literatura, proponemos un modelo en el que la infección por fagos se ve más favorecida cuando la fuerza iónica se eleva local o transitoriamente (Fig. 4C). Algunas observaciones de campo recientes son consistentes con nuestro modelo. Los estudios metagenómicos de suelos sugieren una fuerte influencia de la humedad del suelo en la dinámica ecológica viral [54,55,56]. Por ejemplo, se observó una fuerte relación distancia-desintegración en la similitud entre poblaciones virales en un campo de pastizales [54]. Esto podría explicarse por las fuertes limitaciones en la dispersión viral que anticipamos cuando las concentraciones de iones en agua dulce son demasiado bajas para permitir la infección. Otros estudios han observado una fuerte influencia del contenido de humedad del suelo en el contenido de la comunidad viral [55], pero esto puede reflejar la influencia bien establecida de la sequía en la composición de la comunidad microbiana [57, 58]. Otros datos de campo respaldan nuestro modelo que implica un papel directo de la sequía en el control de la infección por fagos. Recientemente, en un curso de tiempo de un suelo que se estaba rehumedeciendo después de un período de sequía, se observó ADN de fagos en las primeras horas después de un evento de lluvia [59]. Según nuestras observaciones, esta rápida floración de fagos se puede explicar mejor por la infección de fagos que ocurre durante las primeras fases de la sequía, cuando el metabolismo del huésped se está desacelerando, y la replicación de los fagos ocurre al rehumedecerse facilitada por la reactivación del metabolismo bacteriano del huésped. Un trabajo de campo cuidadoso para medir las concentraciones de iones de agua intersticial del suelo y la dinámica fago:huésped durante un ciclo completo húmedo-seco-húmedo sería útil para respaldar aún más esta hipótesis.

Otra característica de nuestro modelo conceptual de depredación de fagos es que el enriquecimiento de bacterias que no son huéspedes disminuirá la probabilidad de interacciones productivas entre fagos y huéspedes. Nuestros experimentos con diversas fuentes de carbono respaldan este modelo. Observamos que cuando se enriquecieron Sulfurospirillum o Klebsiella en nuestros cultivos, la eficiencia depredadora de los fagos de Escherichia y Citrobacter disminuyó, así como el impacto de los fagos en la actividad de DNRA. De ello se deduce que las enmiendas de nutrientes prebióticos son potencialmente importantes para mejorar la eficacia de los cócteles de fagos, y que a medida que aumenta la complejidad del carbono (por ejemplo, en los suelos), es probable que la depredación de los fagos sea menos importante en la mediación de la composición y función del microbioma. Anticipamos que será importante seguir trabajando para evaluar cómo la complejidad de los nutrientes influye en las interacciones fago:huésped en sistemas naturales para respaldar esta hipótesis.

Comprender los controles ambientales sobre la ecología de los fagos es esencial para una comprensión predictiva del impacto de la fracción viral en el ciclo biogeoquímico en los ecosistemas terrestres. Además, como existe optimismo sobre el uso de fagos y otras tecnologías de edición genética para controlar y manipular ecosistemas microbianos, es importante considerar las condiciones bajo las cuales la ingeniería de microbiomas basada en fagos tendrá éxito. Con mejoras en nuestra capacidad para simular interacciones de orden superior entre parámetros ambientales, podemos agregar restricciones importantes a nuestros modelos de dinámica microbiana en sistemas terrestres complejos. Anticipamos que el uso de microbiomas modelo de baja complejidad que se archivan, se caracterizan genómicamente y se manipulan en laboratorios de alto rendimiento arrojará información importante sobre cómo las presiones selectivas influyen en la estructura del microbioma y la función del ciclo de elementos.

Para cuantificar la influencia de los iones inorgánicos en el crecimiento de E. coli en presencia del fago T4, utilizamos un medio de cultivo de baja fuerza iónica que contiene tampón PIPES 30 mM, pH 7, cloruro de amonio 5 mM, fosfato de sodio 1 mM, L-1 mM. cisteína, D-glucosa 30 mM y vitaminas y minerales DL. Todos los productos químicos son de Sigma-Aldrich (St Louis, Mo, EE. UU.). La concentración final de Na+ en este medio fue ~30 mM. En este medio de cultivo, los fagos no pudieron infectar ni lisar E. coli en cultivos de control. Todas las soluciones madre de nutrientes y tampones se prepararon con agua ultrapura en material de laboratorio de plástico para minimizar la contaminación por iones del material de vidrio. Los cultivos de E. coli recuperados en LB se lavaron tres veces en medio concentrado 2x antes de la inoculación en ensayos de crecimiento. Los fagos T4 y MS2 purificados de cultivos de E. coli LB se dializaron utilizando casetes Slidealyzer (Pierce, Thermo-Fisher, Waltham, MA, EE. UU.) en tampón PIPES 30 mM, pH 7, para eliminar los iones residuales. El fago se mezcló con cultivos de E. coli con una multiplicidad de infección (MOI) de ~1 (108 fagos por 108 bacterias) en medio de crecimiento concentrado 2x. Luego se transfirieron 40 μl de fagos y E. coli en medio 2x a microplacas de 384 pocillos (Costar, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) que contenían 40 μl de soluciones acuosas de iones inorgánicos diluidas en serie [30, 31]. Los cultivos se incubaron a 30 °C y se agitaron a 700 rpm en un agitador/incubadora multitrón (Infors, Annapolis Jn, MD, EE. UU.). Después de 12 h, se midió la densidad óptica para el análisis de dosis-respuesta, donde los datos de crecimiento normalizados se ajustaron a una curva de regresión no lineal utilizando GraphPad Prism (software Graphpad, Boston, MA, EE. UU.) para determinar las concentraciones inhibidoras medias máximas para la inhibición del crecimiento de la E. coli debido a la infección por fagos (CE50) y la toxicidad de iones inorgánicos (CI50).

Los fagos utilizados en este estudio se enumeran en la Figura S1. Enriquecimos reservas de laboratorio de fagos T4 y MS2 en cepas de E. coli BW25113 y C3000, respectivamente, utilizando protocolos estándar [60]. Todos los demás fagos se aislaron de muestras de aguas residuales locales (Distrito Municipal de Servicios Públicos de East Bay, Berkeley, CA) utilizando aislados de E. coli y Citrobacter como huéspedes siguiendo el protocolo estándar de aislamiento de fagos [61]. El título de fagos se estimó manchando una dilución en serie de 10 veces de cada fago en tampón SM (Teknova) en un césped del huésped objetivo utilizando el método de superposición de agar superior con agar LB al 0,7%. Para diluciones de fagos en ensayos de placa utilizamos un tampón SM suplementado con cloruro de calcio 10 mM y sulfato de magnesio (Sigma-Aldrich). Almacenamos habitualmente los fagos como lisados ​​esterilizados por filtro (0,22 μm) a 4 ° C. Para la secuenciación del genoma, el genoma del fago se extrajo utilizando el kit de purificación de ADN genómico Wizard (Promega, Madison, WI) y se secuenció en las instalaciones centrales de secuenciación de próxima generación del Hospital General de Massachusetts. Los genomas de fagos y bacterias utilizados en este estudio son parte del NCBI BioProject Accession PRJNA576510.

Para obtener imágenes por microscopía electrónica de transmisión, se aplicaron 3 µl de bacteriófagos aislados en una rejilla de cobre recubierta de carbono ultraligera de malla 300 durante 5 minutos. La rejilla se lavó brevemente con agua esterilizada y se secó con papel de filtro antes de teñirla con 3 µl de acetato de uranilo acuoso al 2%. Después de 10 segundos, la rejilla se secó hasta secarla. Las preparaciones se examinaron con un microscopio electrónico de transmisión Jeol1400-FLASH de 120 KV en el Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley. La muestra fue fotografiada con un rango de aumento de 12 y 50 kX con la cámara Oneview de 16 megapíxeles (Gatan®).

Se recuperaron cultivos de enriquecimiento reductores de nitrato de agua dulce a partir de reservas de glicerol en un medio basal anóxico químicamente definido suplementado con 2 gramos/litro de extracto de levadura como única fuente de carbono orgánico y donante de electrones y nitrato de sodio 20 mM como único aceptor terminal de electrones, como se describió anteriormente [14 ]. Medio basal contenido por litro: 1,5 g de cloruro de sodio, 2,5 g de cloruro de amonio, 10 g de fosfato de sodio, 1 g de cloruro de potasio y tampón HEPES 30 mM con vitaminas y minerales añadidos a partir de soluciones madre de 100x. Solución madre de vitaminas contenida por litro: 10 mg de piridoxina HCl, 5 mg de ácido 4-aminobenzoico, 5 mg de ácido lipoico, 5 mg de ácido nicotínico, 5 mg de riboflavina, 5 mg de tiamina HCl, 5 mg de calcio D, L-pantotenato, 2 mg de biotina , 2 mg de ácido fólico, 0,1 mg de cianocobalamina. Solución madre de minerales contenida por litro: 3 g de sulfato de magnesio heptahidratado, 1,5 g de ácido nitrilotriacético, 1 g de cloruro de sodio, 0,5291 g de cloruro de manganeso (II) tetrahidratado, 0,05458 g de cloruro de cobalto, 0,1 g de sulfato de zinc heptahidratado, 0,1 g de cloruro de calcio dihidrato, 0,07153 g de cloruro de hierro (II) tetrahidrato, 0,02765 g de sulfato de níquel (II) hexahidratado, 0,02 g de sulfato de aluminio y potasio dodecahidrato, 0,00683 g de cloruro de cobre (II) dihidrato, 0,01 g de ácido bórico, 0,01 g de molibdato de sodio dihidrato, 0,000197 g de selenito de sodio pentahidrato. Todos los productos químicos son de Sigma-Aldrich.

Para medir la influencia de las fuentes de carbono en los productos finales de las comunidades microbianas reductoras de nitrato archivadas, se sedimentaron células de cultivos de enriquecimiento recuperados a 4000 RCF y se lavaron tres veces con medio basal concentrado 2x sin fuente de carbono. Las células lavadas se resuspendieron en medio basal concentrado 2x sin fuente de carbono hasta una densidad óptica (DO 600) de 0,04 y la suspensión celular se transfirió a microplacas de 384 pocillos (Costar) o a bloques de 96 pocillos profundos (Costar) en los que se contenían 94 pocillos de carbono. Se dispusieron fuentes y controles de agua (Tabla S1). Se agregaron soluciones madre de fuente de carbono a las microplacas utilizando un robot de manipulación de líquidos Biomek FxP (Beckman Coulter, Indianápolis, IN, EE. UU.) y se mantuvieron en una cámara anaeróbica (Coy, Coy Lab Products, Grass Lake, MI, EE. UU.) durante 48 h para convertirse en anóxico antes de la inoculación utilizando una pipeta Avidien Micropro 200 (Mettler-Toledo, Columbus, OH, EE. UU.). Las microplacas inoculadas se sellaron con sellos de microplacas de silicio (VWR, Radnor, PA) y se incubaron a 30 °C en una incubadora en una cámara anaeróbica (COY). El crecimiento se controló mediante densidad óptica (OD 600) utilizando un lector de microplacas Tecan M1000 Pro (Tecan Group Ltd., Männendorf, Suiza) y los cultivos se recolectaron a las 48 h para secuenciación de ADN y ensayos colorimétricos para medir el amonio.

Para medir la influencia de los iones inorgánicos sobre la eficacia del cóctel de fagos, los fagos se dializaron en tampón de baja fuerza iónica como se describió anteriormente y se mezclaron con el cultivo de enriquecimiento lavado y cultivos que contenían D-trehalosa 20 mM y nitrato de sodio 20 mM en presencia de Soluciones diluidas en serie de cloruro de calcio o cloruro de sodio. Como anteriormente, los cultivos se incubaron durante 48 h antes de las mediciones de densidad óptica y amonio.

La producción de amonio se midió como se describió anteriormente [14]. Se retiraron los sellos de las microplacas de 384 pocillos que contenían cultivos de enriquecimiento y se utilizó un Biomek FxP (Beckman Coulter) para transferir 4 µl de cultivo a microplacas de ensayo precargadas con 20 µl de desionizado destilado. En orden secuencial, se agregaron 4 µl de reactivo de citrato, 8 µl de reactivo de salicilato/nitroprusiato y 4 µl de reactivo blanqueador a las placas de ensayo que luego se mantuvieron a 30 °C durante 30 minutos. El reactivo de citrato contiene 10 g de citrato trisódico y 4 g de hidróxido de sodio en 200 ml de agua. El reactivo de salicilato/nitroprusiato contiene 15,626 g de salicilato de sodio y 0,250 g de nitroprusiato de sodio en 200 ml de agua a pH 6–7. El reactivo blanqueador contiene 1 g de fosfato de sodio monobásico, 2 ml de hidróxido de sodio 2 M, 10 ml de blanqueador (NaOCl 0,7 M, Chlorox Company, Pleasanton, CA, EE. UU.) en 100 ml de agua a pH 12-13. Para todos los ensayos colorimétricos, confirmamos que la interferencia de los aditivos del medio (fuentes de carbono e iones inorgánicos) era insignificante. Utilizando constantes obtenidas de la base de datos BioNumbers [62], estimamos la cantidad de nitrógeno asimilado en la biomasa asumiendo 0,3 g/L de peso seco del cultivo bacteriano a OD 600 = 1 [63, 64], y asumiendo 12% de nitrógeno por peso en biomasa microbiana basado en las relaciones C:N:P medidas [65, 66].

Para la extracción de ADN, las células microbianas de cultivos de 500 µl se sedimentaron mediante centrifugación a 4000 RCF después de 48 h de crecimiento a 30 °C. Las extracciones de ADN (ADNg) se realizaron de la siguiente manera. Los sedimentos celulares se resuspendieron en 180 µl de tampón de lisis enzimática (ELB) que contiene Tris-HCl 20 mM, pH 8,0, EDTA (TE) sódico 1 mM con Triton X-100 al 1,2%. Se añadieron 20 µl de lisosima (25 mg/ml) y las muestras se incubaron durante la noche a 37 °C. A la mañana siguiente se añadieron 20 µl de proteinasa K (20 mg/ml) y 200 µl de HCL de guanidinio 4 M y las muestras se incubaron durante la noche a 55 °C. A la mañana siguiente se añadieron 4 µl de ARNasa A (100 mg/ml) y las muestras se incubaron durante 2 h a temperatura ambiente. Se agregaron 200 µl de etanol para precipitar el ADN y luego se aplicaron muestras a placas de membrana de sílice de 96 pocillos (BPI-Tech, San Diego, CA, EE. UU.). El ADN unido a las membranas se lavó dos veces con 400 µl de etanol al 70 %:TE y se eluyó en 100 µl de TE. Se utilizó un Avidien Micropro 200 (Avidien) para transferir grandes volúmenes de tampones y pipetas multicanal (Rainin) para aplicar muestras a columnas de 96 pocillos y agregar reactivos de bajo volumen. Se utilizó un colector de vacío (Qiagen, Redwood City, CA, EE. UU.) para realizar los pasos de purificación en columna. Se descubrió que las extracciones que utilizan este método son similares en términos de rendimiento y recuperación de ADN al uso del kit Gene QIAamp 96 DNA QIAcube HT (Qiagen).

Se añadió una plantilla de ADNg a una reacción de PCR para amplificar la región del gen V4/V5 16S utilizando los cebadores 515F/926R basados ​​en los cebadores del Earth Microbiome Project [67, 68] pero con índices Illumina duales en línea [69, 70]. Los amplicones se secuenciaron en un Illumina MiSeq (Illumina, San Diego, CA, EE. UU.) en las instalaciones de QB3 Genomics (QB3 Genomics, UC Berkeley, Berkeley, CA, RRID:SCR_022170) con reactivos Ilumina v3 de 2 × 300 pb. Las lecturas se procesaron con scripts Perl personalizados que implementaron Pear para la fusión de lecturas [71], USearch [72] para filtrar lecturas con más de un error esperado, demultiplexación usando índices en línea y Unoise [73] para filtrar lecturas raras y quimeras. Se buscaron secuencias 16S en la tabla de abundancia relativa en la base de datos RDP [74] para asignar taxonomía. La capacidad funcional para los pasos enzimáticos de reducción de nitratos se determinó en una publicación anterior [14]. Los ESV de ADNr 16S más cercanos de la taxonomía 16S se compararon con los contenedores taxonómicos GTDB-Tk [75] [14].

Los datos de secuenciación de ADN están disponibles en BioProject Accession PRJNA576510.

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Este trabajo fue financiado por ENIGMA, un programa de área de enfoque científico respaldado por el Departamento de Energía de EE. UU., Oficina de Ciencias, Oficina de Investigación Biológica y Ambiental, Genómica: GTL Foundational Science a través del contrato DE-AC02-05CH11231 entre el Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley y el Departamento de Energía de EE. UU. La parte inicial de esta investigación fue apoyada por la Oficina de Ciencias del DOE a través del Laboratorio Nacional Virtual de Biotecnología, un consorcio de laboratorios nacionales del DOE centrados en la respuesta al COVID-19, con financiación proporcionada por la Ley Coronavirus CARES.

División de Genómica Ambiental y Biología de Sistemas, Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley, Berkeley, CA, 94720, EE. UU.

Hans K. Carlson, Madeline L. Moore, Roniya T. Magar, Adam M. Deutschbauer, Adam P. Arkin y Vivek K. Mutalik

Departamento de Bioingeniería, Universidad de California, Berkeley, Berkeley, CA, 94720, EE. UU.

Denish Piya y Adam P. Arkin

División de Biofísica Molecular y Bioimagen Integrada, Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley, Berkeley, CA, 94720, EE. UU.

Nathalie H. Isabel

Departamento de Biología Vegetal y Microbiana, Universidad de California, Berkeley, Berkeley, CA, 94720, EE. UU.

Adam M. Deutschbauer

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HKC y VKM concibieron los experimentos y escribieron el manuscrito. HKC, VKM, DP, MLM, NLE y RTP realizaron experimentos. Todos los autores editaron y revisaron el manuscrito.

Correspondencia a Hans K. Carlson o Vivek K. Mutalik.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Carlson, HK, Piya, D., Moore, ML et al. Limitaciones geoquímicas sobre la infectividad de los bacteriófagos en ambientes terrestres. COMUN ISME. 3, 78 (2023). https://doi.org/10.1038/s43705-023-00297-7

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Recibido: 23 de junio de 2023

Revisado: 26 de julio de 2023

Aceptado: 10 de agosto de 2023

Publicado: 18 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s43705-023-00297-7

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